DETECCIÓN DE CUERPOS DE HIENZ. 27/11/2014

Material necesario

·        Un tubo de ensayo

·        2 pipetas graduadas (por ejemplo, de 1cc)

·        Una pipeta Pateur

·        Un baño de agua

·        2 portaobjetos

·        Un microscopio

Reactivos

• Colorante. Éste consiste en una solución de cristal violeta que puede prepararse de la siguiente forma:
1. Mezclar 20g de cristal violeta con 80cc de suero fisiológico y 20cc de agua destilada.
2. Agitar la mezcla, durante 5 minutos, para asegurar la disolución de sus componentes.
3. Filtrar la disolución.
4. Añadir al líquido filtrado 28cc de suero fisiológico y 18cc de agua destilada.
5. Conservar la solución colorante a temperatura ambiente, durante un tiempo indefinido.
• Liquido de inmersión.

Muestra

• Sangre total.

Técnica

1. Mezclar en un tubo de ensayo, volúmenes iguales de la solución de cristal violeta y de la sangre problema (por ejemplo, 1ml de colorante y 1ml de muestra).
2. Incubar la mezcla, a 37ºC, durante 5 minutos.
3. Hacer una extensión fina de la mezcla.
4. Dejar secar la extensión
5. Observar la extensión con el microscopio, utilizando para ello el objetivo de inmersión

Lectura de resultados

Los cuerpos de Heinz, una vez teñidos, se observan como pequeñas granulaciones de color púrpura que se localizan en la periferia de los hematíes.

CONTAJE DE RETICULOCITOS 27/11/2014

  

Material necesario

• Microscopio.
• Tubos de hemólisis.
• Pipetas Pasteur.
• Portas.
• Baño de agua.
• Sistema de filtración.

Reactivos

• Azul de cresil brillante en polvo.
• Solución salina al 0.9%.
• Citrato sódico al 3%
• Agua destilada.
• Aceite de inmersión.

Muestra

Sangre anticoagulada con EDTA.

Debido a que los reticulocitos también maduran in Vitro, es aconsejable que la sangre utilizada se haya extraído recientemente, como máximo 6 horas antes de su análisis.

Técnica

1. Preparación del colorante:

Mezclamos 80ml de solución salina y 20ml de citrato sódico al3%.

Pesamos 1g de azul de cresil brillante y lo disolvemos en la mezcla anterior.

Filtramos antes de usarlo

2. Tinción de los reticulocitos:

Es una tinción supravital, es decir, se hace mientras las células aún están vivas.

Para ello, echamos 3 gotas de la solución colorante en un tubo de hemólisis y otras 3 gotas de sangre total previamente homogeneizda.

Mezclamos suavemente y tapamos con papel parafilm®. Introducimos en el baño de agua a 37ºC durante 5 minutos.

Pasado este tiempo volvemos a homogenizar y tomamos una gota de la suspensión para depositarla en un porta.

Realizamos una extensión y dejamos secar al aire.

Lectura de resultados.

Imágen by: http://www.mcgraw-hill-educacion.com/harrison18/imagenes/e17-2.jpg

Observamos la extensión con el objetivo de 100x.

Los hematíes se habrán teñido de color verde amarillento y los reticulocitos se diferencian porque presentan en su interior unos hilos finos de color azul.

Se deben contar 2.000 hematíes en total, y el cálculo del porcentaje de reticulocitos es el siguiente:

% reticulocitos = Nº de reticulocitos contados / Nº de hematíes contados x 100

INTERPRETACIÓN CLÍNICA DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS.

En adultos y niños los valores normales están entre 0,5 y 1,5%.

Se produce reticulopenia o disminución en la cifra de reticulocitos, en casos de aplasia medular, anemia ferropénica, anemia megaloblástica y anemias que cursan con dificultad en la eritropoyesis.

La cantidad de reticulocitos expresada en tanto por ciento es un valor relativo referido a una cifra normal de hematíes.

La corrección se hace en base al valor hematocrito (HCT) del paciente, y se calcula de la siguiente forma:

% de reticulocitos corregido = % reticulocitos x HCT. Paciente/ HCT. Normal.

Si existe una anemia muy intensa, aparece en sangre periférica un número de reticulocitos mayor del que correspondería por regeneración eritroblástica.

Se obtiene con la siguiente fórmula:

IPR = % reticulocitos corregido/ días de maduración en sangre periférica

Los días que tarde en madurar el reticulocitos están reflejados en la tabla 6.XVI-1., cuyos valores se han obtenido experimentalmente.

Un IPR mayor de 3 nos indica un aumento de la actividad eritropoyética medular, mientras que un IPR menor de 2 indica una escasa actividad eritropoyética.

DETERMINACIÓN DEL VALOR HEMATOCRITO MEDIANTE EL MICROMÉTODO 20-21/11/2014

Material necesario

·        Tubos capilares de vidrio de 7 a 7,5 cm de longitud y 1mm de diámetro interno. No están graduados y son desechables.

Si la muestra es sangre capilar, éstos han de estar heparinizados tienen una franja roja en uno de sus extremos.

·        Plastilina.

·        Algodón o gasas.

·        Una centrifuga de microhematocrito. Ésta consta de una especie de plato horizontal con unos surcos para colocar los capilares, y permite aplicar una fuerza centrifuga de 12.000 a 15.000 g durante un tiempo controlado automáticamente.

·        Una regla milimetrada o un lector de micro hematocrito.

Reactivos

Imágen by:
https://blogger.googleusercontent.com/img/b/R29vZ2xl/AVvXsEhOsu9pigT5WFDtkaYmSRJVib8GgAWgvalcqe8cWTz-xFlNpldQtZxjcWBKIi15wNThdn63c0s766H5M2eIIQ9HGcgpGUPR3myz8AFJruEFuJ7cH8IZDa5BWD3wKunU9KDZHM61FCr-zTtz/s1600/2014-04-03+08.05.46.jpg

• EDTA tripotásico dispuesto en tubos.

Muestra

• Sangre capilar o venosa. Esta última debe ser recogida en tubos con EDTA tripotásico.

Si se utiliza sangre capilar, se ha de desechar la primera gota obtenida tras la punción. Si se emplea sangre venosa, se deberá homogeneizar perfectamente antes de su uso.

Técnica

1. La determinación ha de hacerse por duplicado.
2. Llenar cada tubo capilar con la sangre, hasta las ¾ partes de su longitud. El llenado se efectúa por capilaridad y se realiza poniendo en contacto uno de los extremos del tubo capilar con la gota de sangre, o introduciéndolo en el tubo de sangre e inclinando éste, posteriormente, para facilitar el proceso.
3. Limpiar el exterior de cada tubo con un trozo de algodón o con una gasa.
4. Sellar el extremo de cada tubo por el que ha entrado la sangre con plastilina. Para ello, se hae penetrar el tubo en la plastilina, o incluso se atraviesa ésta con aquél.
5. Colocar, debidamente equilibrados, los tubos en la centrífuga. En ella los tubos se sitúan con su extremo tapado hacia fuera, ajustados al borde exterior y adecuadamente encajados en sus surcos.
6. Centrifugar los tubos a unas 12.00 g durante 5 minutos.

Lectura de resultados

Puede realizarse de 2 maneras:

• Midiendo las columnas formadas en el interior de cada tubo con una simple regla milimetrada y calculando, seguidamente, el porcentaje que le corresponde a la columna de eritrocitos, mediante una sencilla regla de tres.

Entre los valores obtenidos con los dos tubos no debe haber una diferencia superior al  2% del mayor de ellos. Si esta diferencia es superior al 2%, se repite la determinación, y si es inferior, se da como valor final del HCT a la medida de ambos valores.

Si el valor final de HCT es superior a 50, se repite la determinación, pero alargando la centrifugación a 10 minutos

INTERPRETACIÓN CLÍNICA DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS

 Un valor bajo del HCT suele ser signo del padecimiento de una anemia.

Paradójicamente, el HCT suele ser normal en la fase más temprana de las hemorragias agudas, pues en éstas se pierden células y plasma en la misma proporción.

Un valor alto del HCT suele ser signo del padecimiento de una poliglobulina. Sin embargo, también hay engañosos ascensos del HCT producidos por hemoconcentración.

RECUENTO DE HEMATÍES

Material necesario

• Una pipeta diluidota de Thoma, para recuento de glóbulos rojos.
• Un tubo de goma con boquilla, adaptable a la pipeta deluidora.
• Una cámara de recuento, con un retículo tipo Neubauer mejorado.
• Un cubre (hay unos cubres especiales para su uso en recuentos con cámara).
• Un microscopio.

Reactivos

• Líquido de dilución. Éste debe ser isotónico con el plasma, para evitar la alteración morfológica e incluso la lisis de los hematíes.

El más utilizado es el de Hayem, que se compone de las siguientes sustancias:

      - 2,5 g de sulfato sódico.

      - 0,5 g de cloruro sódico.

      - 0,25 g de cloruro mercúrico.

      - 100 ml de agua destilada.

Si contiene precipitados, antes de usarlo deberá ser filtrado.

Muestra

• Sangre capilar obtenida por punción del pulpejo de un dedo o sangre venosa procedente de una punción venosa y anticoagulada con EDTA.

Técnica

1. Situar un cubre sobre el retículo de la cámara. Para facilitar su adhesión se ejerce una ligera presión al tiempo que se desliza el cubre sobre las bandas laterales.
2. Aspirar la sangre hasta la señal de 0,5 o hasta la de 1.

En el caso de que se sobrepase algo el enrase, se hace descender la columna de sangre tocando la punta de la pipeta con un algodón.

3. Limpiar cuidadosamente el exterior de la pipeta con un algodón y sin hacer bajar el nivel de sangre.
4. Aspirar líquido diluyente hasta la señal 101.
5. Desenganchar el tubo de goma de la pipeta y homogeneizar el contenido del bulbo. 
6. Desechar las 3 primeras gotas emitidas por la pipeta. 
7. Depositar la siguiente gota entre la cámara y el cubre. 
8. Dejar reposar la sangre diluida, contenida en la cámara, durante unos minutos, para que las células presentes en ella puedan sedimentarse.
9. Enforcar el retículo con el objetivo de 40x y con el condensador a baja altura, y verificar que la distribución de los hematíes es homogénea.
10. Contar los hematíes presentes en 80 cuadrados pequeños del cuadrado grande central. Esto se logra, por ejemplo, contando los hematíes que hay en los 4 cuadrados medianos de las esquinas y en el del centro.

Lectura de resultados

Como se cuentan los hematíes presentes en 5 cuadrados medianos del cuadrado grande central, y éste tiene 25 cuadrados medianos, hay que multiplicar por 5 la cifra obtenida en el recuento, para calcular el número de hematíes que hay en un cuadrado grande.

En definitiva, para su cálculo puede emplearse la siguiente fórmula:

RBC = H x 5 x 10 x D.

RBC= recuento de hematíes (número de hematíes por mm³ de sangre)

H= hematíes contados en 5 cuadrados medianos

D= factor de dilución (100 ó 200)

El margen de error de esta técnica es alto ( un ± 20%)

INTERPRETACIÓN CLÍNICA DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS

La disminución del RBC se produce en las anemias y su aumento se da en las policitemias.

Se considera normal un RBC comprendido entre los 4 y los 5,5 millones/mm³ en las mujeres, y entre los 4,5 y los 6 millones/mm³ en los varones.

VISUALIZACIÓN DE UNA CÁMARA DE RECUENTO

Material necesario

• Un microscopio
• Una cámara de recuento con un retículo de Neubauer mejorado.

Procedimiento

1. Observar con el microscopio el retículo de la cámara de recuento:

• Primero, con el objetivo de pequeño aumento (4x).
• Luego, con el objetivo de mediano aumento (10x).
• Después, con el objetivo de gran aumento (40x).

2. Enfocar, con el objetivo de 10x, uno de los cuadrados grandes situados en las cuatro esquinas del retículo.

Contar el número de cuadrados medianos contenidos en ese cuadrado grande periférico: 16

Teniendo en cuanta que la longitud de cada uno de los lados del retículo es de 3mm, calcular:

·        La longitud de los lados de cada cuadrado grande periférico: 1

·        La longitud de los lados de cada uno de los cuadrados medianos englobados en un cuadrado grande periférico: 0,25

Teniendo en cuenta que la longitud del espacio comprendido entre el retículo y el cubre es de 0,1mm, calcular el volumen del sangre diluida que hay en la cámara re recuento montada, a nivel de:

·        El retículo entero: 0,1.3.2= 0,9mm²

·        Un cuadrado grande periférico: 1.1. 0’1= 0,1mm³

·        Un cuadrado mediano incluido en un cuadrado grande periférico: 0’25.0’25.0’1= 0’00629mm²

3. Enfocar, con el objetivo de 10x, el cuadrado grande central.

Contar el número de cuadrados medianos contenidos ene se cuadrado grande central: 16

Contar el número de cuadrados pequeños englobados en uno de esos cuadrados medianos: 25

Teniendo en cuenta que la longitud de cada unos de los lados del retículo es de 3mm, calcular:

·        La longitud de los lados del cuadrado grande central: 1mm

·        La longitud de los lados de cada uno de los cuadrados medianos incluidos en el cuadrado grande central: 0’25

·        La longitud de los lados de cada uno de los cuadrados pequeños contenidos en uno de esos cuadrados medianos: 0’05mm

Teniendo en cuenta que la longitud del espacio comprendido entre el retículo y el cubre es de 0,1mm, calcular el volumen de sangre diluida que hay en la cámara de recuento montada, a nivel de:

·        El cuadrado grande central: 1.1.0’1= 0’1mm³

·        Un cuadrado mediano englobado en el cuadrado grande central: 0’25.0’25.0’1= 0’00625 mm³

Un cuadrado pequeño incluido en uno de esos cuadrados medianos: 0’05.0’05.0’2= 2’5.104 mm³

RECUENTO DE HEMATÍES

Material necesario

• Una pipeta diluidota de Thoma, para recuento de glóbulos rojos.
• Un tubo de goma con boquilla, adaptable a la pipeta deluidora.
• Una cámara de recuento, con un retículo tipo Neubauer mejorado.
• Un cubre (hay unos cubres especiales para su uso en recuentos con cámara).
• Un microscopio.

Imágen by: http://tertuliadeamigos.webcindario.com/imagepr10.jpg

Reactivos

• Líquido de dilución. Éste debe ser isotónico con el plasma, para evitar la alteración morfológica e incluso la lisis de los hematíes.

El más utilizado es el de Hayem, que se compone de las siguientes sustancias:

      - 2,5 g de sulfato sódico.

      - 0,5 g de cloruro sódico.

      - 0,25 g de cloruro mercúrico.

      - 100 ml de agua destilada.

Si contiene precipitados, antes de usarlo deberá ser filtrado.

Muestra

• Sangre capilar obtenida por punción del pulpejo de un dedo o sangre venosa procedente de una punción venosa y anticoagulada con EDTA.

Técnica

1. Situar un cubre sobre el retículo de la cámara. Para facilitar su adhesión a ésta, se ejerce una ligera presión al tiempo que se desliza el cubre sobre las bandas laterales, previamente humedecidas con H2O, de su porción central.
2. Aspirar la sangre hasta la señal de 0,5 ( si se cree que puede haber una policitemia) o hasta la de 1 ( si se piensa que puede existir una anemia).

En el caso de que se sobrepase algo el enrase, se hace descender la columna de sangre tocando la punta de la pipeta con un algodón.

3. Limpiar cuidadosamente el exterior de la pipeta con un algodón y sin hacer bajar el nivel de sangre.
4. Aspirar líquido diluyente hasta la señal 101.
5. Desenganchar el tubo de goma de la pipeta y homogeneizar el contenido del bulbo. Para ello se sujeta la pipeta por sus extremos, con los dedos pulgar e índice, y se agita suavemente en sentido horizontal durante 2 ó 3 minutos.
6. Desechar las 3 primeras gotas emitidas por la pipeta. Éstas corresponden al líquido presente en el tubo capilar largo de la pipeta de Thoma, que no está mezclado con la sangre.
7. Depositar la siguiente gota entre la cámara y el cubre. Esto se realiza ubicándola en uno de los bordes no adheridos del cubre y dejándola que penetre por capilaridad, en el espacio exsitente entre ambas 

TINCIÓN PANÓPTICO RÁPIDO 13/11/2014

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https://www.youtube.com/all_comments?v=fCT7qbYptrk

Material necesario

• Cubetas de Wertheim o similares.
• Cestillo para portas.
• Frasco lavador.

Reactivos

• Solución nº1: Solución alcohólica de triarilmetano.
• Solución nº2: Solución tamponada de santeño.
• Solución nº3: Solución tamponada de tiamina.
• Agua destilada.

Muestra

Frotis sanguíneo preparado recientemente y que se ha dejado secar al aire.

Técnica

1. En tres cubetas de Wertheim o similares se disponen los colorantes solución nº1, nº2 y nº3
2. Colocamos los frotis en el cestillo para portas y la sumergimos en la cubeta con la solución nº1 durante 1 segundo. Repetimos la inmersión cuatro veces ( en total 5 segundos). Dejamos escurrir
3. Sumergimos a continuación otras cinco veces, cada una de un segundo de duración, en la cubeta con la solución nº2. Dejamos escurrir
4. Finalmente, sumergimos otras cinco veces de un segundo cada una en la cubeta con la solución nº3. Lavamos con agua destilada y dejamos secar.

Lectura de resultados

Depositamos una gota de aceite de inmersión sobre el frotis y observamos con el objetivo de 100x.

Podemos variar la intensidad de la tinción modificando el número de inmersiones en los colorantes nº 2 y nº 3, según se desee destacar las tonalidades rosas o las azules.

*Notas sobre el método:

• Las cubetas con las soluciones colorantes, especialmente la del nº 1, deberán guardarse siempre bien tapados, con el fin de evitar una evaporación excesiva que podría inducir a desviaciones de color respecto a las tinciones habituales.
• De vez en cuando se debe renovar todo el contenido de la cubeta.

En aquellos laboratorios con pequeño número de fórmulas hemáticas, las cubetas de Wertheim pueden ser sustituidos ventajosamente por pequeños frascos de cristal con tapón a rosca.

TINCIÓN DE WRIGHT 13/11/2014

Material necesario

• Microscopio óptico.
• Cristalizador.
• Puentes de tinción.
• Pipetas Pasteur con chupete.
• Frasco lavador.
• Guantes.
• Tubos de ensayo.

Reactivos

• Solución de eosina-azul de metileno según Wright.
• Solución tampón pH 72,
• Aceite de inmersión.

Muestra

Sangre capilar fresca o venosa anticoagulada. Los anticoagulantes más adecuados son la heparina y el EDTA.

Técnica

1. Realizar un frotis sanguíneo muy fino. Dejar secar al aire.
2. Sobre la extensión colocada horizontalmente en el puente de tinción verter 1ml de eosina-azul de metileno. Dejamos actuar un minuto y lavamos con solución tampón pH 7,2. Dejamos escurrir y secar en posición vertical.
3. Inmediatamente antes de su empleo y en un tubo de ensayo, diluimos 0,5 ml. de eosina-azul de metileno con  0,5 ml de solución tampón pH 7,2. Mezclamos bien y cubrimos con esta dilución la extensión. Teñimos durante 3-5 minutos y lavamos con agua del grifo. Volvemos a lavar con solución tampón pH 7,2. Dejamos escurrir y secar en posición vertical

Imágen byhttp://www.word.photos/index.php?keyword=tecnica%20de%20tincion%20del

Lectura de resultados

Depositamos una gota de aceite de inmersión y observamos con el objetivo de 100x.

Las células se observan coloradas de la misma manera que con la tinción de Giemsa.

Imágen by: http://conocetumascota1.blogspot.com/2014/07/colorantes-utilizados-en-histologia-tejidos.html

TINCIÓN DE GIEMSA 11/11/2014

 Fundamento.

Utilizamos como colorante la mezcla de azul de metileno y eosina propuesta por Giemsa.

Material necesario.

• Microscopio óptico.
• Portas bien limpios.
• Cristalizador.
• Puentes de tinción.
• Pipetas Pasteur con chupete.
• Frascos lavadores.
• Tubos de ensayo.

Reactivos

• Colorante en solución según Giemsa de Panreac.
• Solución tampón pH 7,2 de Panreac.
• Metanol.
• Aceite de inmersión.

Muestra

Sangre capilar fresca o venosa anticoagulada. El anticoagulante de elección es la heparina o el EDTA, ya que el citrato sódico y el oxalato potásico pueden dar preparaciones defectuosas.

Técnica.

1. Preparamos un frotis sanguíneo según la técnica descrita en la práctica nº VII
2. Colocamos el frotis sobre el puente de tinción, en el cirstalizador y en posición horizontal.
3. Cubrimos el frotis con metanol durante 3 minutos. Escurrimos y lo dejamos secar al aire. Con esto procedemos a fijar el frotis.
4. Diluimos en un tubo de ensayo 0,2 ml de azur-eosina-azul de metileno de la tinción, ya que el colorante precipita y no es válido par otro día.
5. Mezclamos suavemente en el tubo y con una pipeta Pasteur cubrimos el frontis con la dilución de colorante, dejándolo actuar durante 25 minutos.
6. Escurrimos y lavamos con agua del grifo. Posteriormente lavamos con un tampón pH 7,2 hasta eliminar los restos del colorante. Dejamos escurrir y secamos en posición vertical

Lectura de resultados

Una vez seca la tinción, echamos una gota de aceite de inmersión y examinamos al microscopio óptico.

Los eritrocitos se tiñen de color rosa asalmonado y las plaquetas de color violeta.

Los neutrófilos presentan el núcleo de color azul violeta, el citoplasma rosa y la granulación de un color violeta rojizo.

Realización de una extensión sanguínea.  10/11/201

Material necesario

• Algodón.

• Un capilar no heparinizado, si la muestra es sangre venosa anticoagulada, o heparinizado, si la muestra es sangre capilar.

• 2 portas limpios y libres de grasa. Uno de ellos puede se normal y el otro ha de ser, preferentemente, esmerilado y biselado (el porta extensor).

-          Lavar los partas con agua y jabón líquido.

-          Aclarar los portas con abundante agua caliente.

-          Sumergir los portas, durante 1 hora, en una solución de etanol-éter etílico o, simplemente, en etanol.

-          Volver a aclarar los portas y dejarlos secar.

Guantes desechables

Un rotulador de vidrio.

Reactivos.

• Un desinfectante: alcohol (etanol) de 70º, o mejor aún, solución alcohólica de povidona yodada.
• Solución de etanol-eter etílico en una proporción de 50:50

Muestra

• Sangre capilar no anticoagulada o sangre venosa adecuadamente anticoagulada.

La forma correcta de extraer sangre capilar es la siguiente:

1.      Elegir para sufrirla, preferentemente, el ercer o cuarto dedo de una de las manos.

2.      Desinfectar el pulpejo del dedo seleccionado con un algodón embebido en un desinfectante apropiado.

3.      Dejar que el desinfectante se evapore.

4.      Con una lanceta, pinchar firme y rápidamente una cara lateral de ese pulpejo.

5.      Con un algodón seco, retirar la primera gota de sangre emitida.

6.      Presionar el extremo del dedo, a nivel del lado apuesto al de la punción, hasta obtener la cantidad de sangre deseada.

7.      Tapar el pulpejo con una tirita.

La sangre venosa hade ser anticoagulada con EDTA. Para realizar frotis sanguíneos no debe utilizarse sangre anticoagulada con heparina, que ésta agrega las células y produce un fondo azul en las extensiones de sangre teñidas con el colorante de Wright.

• Hay que tener en cuneta que la sangre capilar contiene más hematíes y leucocitos y menos plaquetas que la sangre venosa.

     

Técnica

1 De esta forma, el porta soporte forma un ángulo con la mesa.

2 Colocar un extremo del porta esmerilado (porta difusor o extensor) un poco por delante de la gota de sangre y formando un ángulo de 45º con el porta soporte.

3 Desplazar suavemente hacia atrás el porta extensor, hasta que alcance la gota de sangre.

4 Dejar que la gota se extienda, por capilaridad, alo largo del extremo del prota extensor que toca el porta soporte.

5 Este deslizamiento debe acabar, aproximadamente, a 1cm del extremo final del porta soporte, con un movimiento de ascensión del porta extensor.

Lectura de resultados

A la hora de leer los resultados, se han de tener en cuenta las características propias de una buena extensión y los defectos que puede tener una extensión incorrecta.

Tinción azul de metileno 7/11/2014

Fundamento

En esta tinción supravital utilizaremos como colorante el azul del metileno nuevo. Éste es de carácter básico y tiñe fundamentalmente los núcleos celulares.

Material necesario.

Ø      Microscopio óptico

Ø      Portas y cubres

Ø      Tubos de hemólisis.

Ø      Pipetas Pasteur.

Ø      Laca de uñas o sellador histológico

Ø      .

Ø      Papel parafilm.

Reactivos

Ø      Azul de metileno nuevo.

Ø      Oxalato.

Ø      Agua destilada.

Muestra

Sangre capilar fresca o venosa anticoagulada.

Técnica

1. Preparamos el colorante de la siguiente manera:

Azul de metileno nuevo   0,5 g.

Oxalato potásico              1,6 g.

Agua destilada c.s.p         100 ml.

2. En una porta depositamos 2 gotas de sangre y 2 gotas de colorante (proporción 1:1) y, seguidamente, aspiramos la mezcla con una pipeta Pasteur y la depositamos en tubo de hemólisis. También se puede preparar directamente la mezcla en el tubo.

3. Tapamos el tubo con parafilm y dejamos la mezcla en reposo, a temperatura ambiente, durante 10 minutos.

4.      Al cabo de este tiempo aspiramos una o dos gotas de la mezcla y la depositamos sobre un portaobjetos.

5. Cubrimos la mezcla con un cubreobjetos y, si es preciso, sellamos los bordes cubreobjetos con laca de uñas o con un sellador histológico

6. Observamos la preparación resultante al microscopio óptico con el objetivo de 40 x.

Lectura de resultados

La observación microscópica debe ser rápida, ya que las células no permanecen vivas mucho tiempo. Podemos apreciar los núcleos celulares teñidos en comparación con la preparación obtenida en la práctica nº III.

 INTRODUCCIÓN AL MANEJO DEL MICROSCOPIO

MATERIAL NECESARIO

1.     Un microscopio

2.     Un portaobjetos

3.     Una hoja de papel cuadriculado

4.     Un bolígrafo

5.     Cinta adhesiva

PROCEDIMIENTO

1.     Descubrir el aumento de los oculares y de cada uno de los objetivos del microscopio. Calcular el aumento obtenido con el uso combinado de los oculares y cada uno de los objetivos. Reseñar los resultados obtenidos, en el cuadro que se adjunta a continuación:

           Aumento de los oculares      Aumento de cada objetivo     Aumento combinado

                                                                        4                                          40x

                                                                        10                                        100x               

               10X                                                   40                                       400x

                                                                        100                                      1000x

      2.  Recortar un trozo de papel cuadriculado, de manera que tenga la forma y el tamaño de un                    portaobjetos. Dibujar, en la porción media del trozo de papel, un signo más (+), con 2 trazos                de 4 cuadrados cada uno. Escribir, lo más pequeño posible:

• Una letra D, en el extremo derecho del signo más.
• Unas letras IZ, en el extremo izquierdo del signo más.
• Una letra SP, en el extremo superior del signo más.
• Unas letras IN, en el extremo inferior del signo más.

          Fijar el trozo de papel al portaobjetos mediante una tira de cinta adhesiva, y de forma que el                 signo más quede hacia afuera.

          Situar el portaobjetos, con la tira de papel hacia arriba, en la platina del microscopio.

          Enfocar la zona central del signo más, con uno de los objetivos, excepto con el de inmersión.               En primer lugar, se debe enfocar con el objetivo de menor aumento, y en último lugar, se ha de           enfocar con el objetivo de mayor aumento.

      3.  Enfocar de nuevo, con el objetivo de menor aumento, la zona central del signo más.

           Sin dejar de mirar a través de los oculares y utilizando los tornillos reguladores de la platina:

      

 Desplazar el campo microscópico hacia laderecha, hasta visualizar unas letras.

¿Qué letras son las visualizadas? ZI

Seguidamente, desplazar el campo microscópico hacia la izquierda, hasta visualizar otra letra.

¿Qué letra es la visualizada? D

Volver a la zona.

Desplazar el ca microscópico hacia arriba, hasta visualizar unas letras.

¿Qué letras son las visualizadas? Ni

Seguidamente, desplazar el campo microscópico hacia abajo, hasta visualizar otras letras.

¿Qué letras son las visualizadas? PS

¿Qué consecuencia se extrae de los resultados obtenidos? Las letras se ven invertidas.

           4. Enfocar sucesivamente, conexión objetivo de menor aumento, las letras rotuladas alrededor del signo más.

Fijándose en las escalas longitudinal y transversal de la platina, establecer la posición exacta de cada una de esas letras.

   LETRAS.    COORDENADA.         COORDENADA

                        LONGITUDINAL.      TRANSVERDAL

     D.                   12,5.                              101

     IZ.                  12.                                  176

     SP.                 1.                                    139

     IN.                  23,5.                               139

Quitar el portaobjetos y mover la platina.

Volver a poner el.portaobjetos en la platina. 

Situando las escalas en las posiciones previamente establecidas, localizar directamente cada una de las letras, sin necesidad de barrer visualmente la tira de papel.